研究人员开发尖端软件可预测癌症转移

西部大学研究人员在实验室中开发出尖端的基因突变分析软件，来解释肿瘤基因组的突变，其可以帮助确定哪些乳腺癌更可能扩散到身体的其他部位，哪些肿瘤不会。

他们的结果发表在scientific reports杂志上。主要作者stephanie dorman表示：我们正在利用我们实验室的一个独特的软件方案，着眼于一种称为剪接突变类型的突变。

她说，以前遗传研究发现在445肿瘤中，这些剪接突变数目为429，而新开发的分析软件能找到5000多个。使用这个软件和癌症基因组图谱的人类肿瘤组织样本基因数据，研究团队精确定位，神经细胞粘附分子（ncam）和其他相关的基因ncam生物突变在已经淋巴结转移的肿瘤中出现较高频率。ncam通常存在于神经细胞中，也高度表达的在乳腺组织中，并参与细胞间通讯。

我们相信，在某些患者中，这些生物学途径的突变可能会导致一些肿瘤的特性，使它能够迁移到身体的其他部位。研究人员希望这些研究结果将帮助肿瘤科医生和临床实验室在肿瘤活组织切片检查中寻找这些基因突变，以预测哪些妇女更有可能发生肿瘤转移。

学术动态 | 单细胞和空间技术是如何推动乳腺癌研究的？

研究表明：在美国，大约1/8的女性会患上浸润性乳腺癌，这一数字大约是美国女性总数的13%。而男性也未能幸免：大约833人中就有1人被诊断出患有乳腺癌。根据美国癌症协会的论述，乳腺癌最重要的风险因素是女性和变老,而我们却对这两项风险因素无能为力。因此，虽然预防是关键，但尽可能多地了解疾病进展和治疗反应是尤为重要的。

从开始梳理肿瘤微环境的单细胞基因表达研究，到基于局部空间基因表达的肿瘤细胞类型图谱——随着单细胞和空间技术的到来，乳腺癌研究领域取得了重大进展。

基于激素受体阳性、HER2阳性和三阴性乳腺癌（TNBC）[1]?相关基因表达，乳腺癌可以细分为5个分子亚型。然而，相对而言，科学家们对乳腺癌复杂的肿瘤微环境（TME）、肿瘤如何与免疫系统和其他周围细胞和组织相互作用以及这种活动对预后和治疗意味着什么知之甚少。随着单细胞和空间技术的出现，科学家们正在弥合这一知识鸿沟。在这里，我们精选了四篇文章，研究人员在单细胞水平上定义和表征乳腺癌方面取得了重大进展。通过这些研究能够让我们更多地了解不同类型乳腺癌的发展和转移背后的机制，同时也将转化研究和临床试验推向个性化治疗，为乳腺癌的治疗带来希望。

01

创建图谱：以单细胞、空间分辨率绘制人类乳腺癌

在第一项研究“人类乳腺癌的单细胞和空间解析图谱”中[2]，由加文医学研究所的Sunny Wu博士带领的研究人员使用Chromium Single Cell Gene Expression以及Visium Spatial Gene Expression来创建具有空间分辨率的乳腺癌单细胞转录组图谱。对26个原发肿瘤进行单细胞RNA测序（scRNA-seq），鉴定了所有肿瘤和亚型的所有主要细胞类型。将他们开发的用于内在分子亚型分型的scRNA-seq兼容方法与从scRNA-seq数据中识别的基因特征相结合，从而能够对肿瘤进行分类并显示重复基因模块（GM）或导致肿瘤内常见的细胞异质性的同期表达基因组。

在六个样本上使用Visium空间基因表达，发现TNBC样本中GM3（EMT、IFN、MHC）和GM4（增殖标志物）富集，而GM1和GM5（ER，管腔）富集了雌激素受体阳性（ER+）案例。有趣的是，研究发现GM3和GM4表型仅出现在其他表型不出现的乳腺癌区域。通过在单细胞和空间水平上进一步描述乳腺肿瘤，它们的图谱可用于改进乳腺癌的分类。

02

通过跟踪克隆扩增来表征乳腺癌转移

在第二项研究“乳腺癌转移的部位决定了它们的克隆组成和可逆转录组学特征”中[3]，由Olivia Newton-John癌症研究所的Jean Berthelet博士带领的科学家们采用了光学条形码技术以及单细胞基因表达谱来研究TNBC转移过程中克隆细胞的相互作用网络，与其他乳腺癌亚型相比，TNBC与更差的预后和更高的复发风险相关。

对TNBC乳腺癌细胞系和两个转移部位（肺和肝）的条形码亚克隆进行scRNA-seq，发现转移在肺中是高度多克隆的，但在肝中没有。此外，亚克隆转录组变异性表明，在原发性肿瘤中占主导地位的亚克隆在发生转移的组织中仍然占主导地位。比较不同条形码亚克隆的基因表达谱，研究确定了1,366个差异表达基因的转移位点驱动特征；其中，与肝转移相比，肿瘤坏死因子-α通路在肺中强烈上调。这些结果表明TME驱动了转移灶中的异质性。

03

预测T细胞生物标志物以进行有效的免疫检查点阻断免疫疗法

在第三项研究“乳腺癌患者抗PD1治疗期间肿瘤内变化的单细胞图谱”中[4]，VIB-KULeuven中心的博士生Ayse Bassez带领科学家使用转录组和免疫分析构建了肿瘤内变化的单细胞图谱。免疫检查点阻断（ICB）加化疗可改善治疗反应[5]，但并非所有患者都对新辅助ICB有反应。为了探究原因，他们在化疗前用抗PD1（一种常见的ICB抗体疗法）治疗了40名患者，并跟踪了肿瘤内的变化。

在两个队列中（一个接受抗PD1，一个接受化疗，然后接受抗PD1）使用单细胞免疫分析对匹配的治疗前和治疗后活检进行scRNA-seq和T细胞受体作图。9名患者在治疗后进行了T细胞克隆型扩增。在选择T细胞扩增和治疗阶段时使用scRNA-seq数据，发现在抗PD1治疗后表达PD1的T细胞增加。在处理前扩增的T细胞与未扩增的T细胞之间鉴定出差异表达的基因，发现T细胞中的表达特征可用于预测T细胞的扩增。绘制的与抗PD1治疗后T细胞扩增相关的治疗前免疫TME图可以提供对临床生物标志物的深入了解。

04

解决原位管癌（乳腺癌的早期阶段）的异质性

在第四项研究“基因组分析揭示了乳腺原位导管癌的异质性群体”中[6]，东京大学的Satoi Nagasawa医学博士带领的一组科学家使用Visium空间基因表达来揭示乳腺癌肿瘤内的细胞多样性。导管原位癌（DCIS）是乳腺癌的早期阶段，可能发展为浸润性导管癌。然而，很难确定谁是高危需要手术的人，因此确定危险因素对评估和治疗至关重要。

在这项研究中，研究人员首先使用传统方法选择并验证了DCIS的基因组风险因素—GATA3和PIK3CA突变。通过使用三个特定案例对DCIS进行空间转录组分析，结果表明具有GATA3突变的DCIS细胞有时会发展为浸润性癌症。然而，具有PIK3CA突变的DCIS细胞不会导致癌症。总之，使用新标记对DCIS进行更准确的分类对于决定正确的治疗至关重要。

05

朝着更好的诊断和治疗迈进

很明显，单细胞和空间技术正在推进我们对乳腺癌发展、进展和治疗的理解，超出了使用传统方法的想象。无论是使用新创建的空间转录组图谱，还是使用基因表达和免疫分析来更好地描述疾病状态，临床研究人员越来越多地掌握了更好地诊断、分层和提供针对乳腺癌的个性化治疗的方法。

参考文献

?https://www.breastcancer.org/symptoms/types/molecular-subtypes

Wu SZ, et al. A single-cell and spatially resolved atlas of human breast cancers. Nat Genet 53: 1334–1347 (2021). doi: 10.1038/s41588-021-00911-1

Berthelet J, et al. The site of breast cancer metastases dictates their clonal composition and reversible transcriptomic profile. Sci Adv 7: eabf4408 (2021). doi: 10.1126/sciadv.abf4408

Bassez A, et al. A single-cell map of intratumoral changes during anti-PD1 treatment of patients with breast cancer. Nat Med 27: 820–832 (2021). doi: 10.1038/s41591-021-01323-8

Schmid P, et al. Atezolizumab plus nab-paclitaxel as first-line treatment for unresectable, locally advanced or metastatic triple-negative breast cancer (IMpassion130): updated efficacy results from a randomised, double-blind, placebo-controlled, phase 3 trial. Lancet Oncol 21: 44–59 (2020). doi: 10.1016/S1470-2045(19)30689-8

Nagasawa S, et al. Genomic profiling reveals heterogeneous populations of ductal carcinoma in situ of the breast. Commun Biol 4: 438 (2021). doi: 10.1038/s42003-021-01959-9

HCT116细胞与CRISPR/Cas9结合——结直肠癌治疗研究的绝佳拍档

1. 细胞背景：

HCT116细胞是由M·Brattain等人于1979年从一位患结直肠癌的48岁男性病人中分离得到的。该细胞在半固体琼脂糖培养基中形成克隆，在无胸腺裸鼠中有致瘤性，形成上皮样的肿瘤，属于上皮样贴壁生长的肿瘤细胞系。

2. 应用范围和前景：

结直肠癌（colorectal cancer，CRC）是常见的消化道恶性肿瘤之一，在恶性肿瘤中发病率位居第三，死亡率位居第二，根据 GLOBOCAN 数据显示，2018 年全球结直肠癌新增 185 万例，约 88 万人死亡，给人类健康带来了巨大威胁。[1]因此，研究结直肠癌的发病机制以及治疗手段对临床诊断和治疗结直肠癌具有十分重要的意义。目前，在药物开发的最初级阶段即细胞生物学水平的鉴定中，HCT166细胞已成为结直肠癌研究领域中被广泛使用的模式细胞，具体应用举例如下：

（1）?探究药物影响结直肠癌细胞增殖，迁移和侵袭的机制。例如：PPARα在白霉素处理的HCT116细胞迁移活性及CYP2S1和CYP1B1的表达中起重要作用[2]

（2）?探究药物影响结直肠癌细胞生长的体外作用机制，如细胞凋亡和细胞周期改变等。例如：Raddeanin A通过PI3K/AKT通路调控人HCT116细胞凋亡和周期阻滞[3]

（3）?探究药物对结直肠癌治疗的敏感性和耐药性。例如：Doxorubicin抑制HCT116细胞中miR-140的表达而上调PD-L1，从而使肿瘤细胞对药物产生耐药性[4]

（4）?开发新的癌相关信号通路，为临床治疗结直肠癌提供指导：例如，研究Notch和Wnt信号通路在结直肠癌细胞HCT116耐药中的意义等[5]

（5）?开发LncRNA和miRNA在结直肠癌治疗中的新途径。例如：在HCT116细胞中，YWHAE长链非编码RNA通过激活K-Ras/Erk1/2和PI3K/Akt信号通路与miR-323a-3p和miR-532-5p竞争，为结直肠癌的治疗提供新的靶位点[6]

如上所述，HCT116细胞在结肠癌的各种机制都具有重要的研究价值，而最基本的研究思路一般都从分子层面即基因或蛋白开始，因此CRISPR/Cas9技术的身影也就理所当然地出现在许多研究课题中，毕竟它在研究致癌相关的单基因功能中有着无可替代的优势。

如发现TRPM4在人结直肠癌中高表达，似乎与结直肠癌细胞的增殖、细胞周期和侵袭有关，通过在HCT116细胞中利用CRISPR/Cas9技术对TRPM4基因敲除后发现肿瘤细胞的迁移和侵袭的确都降低了，同时伴随着细胞周期的改变[7]； 以及Cell报道利用CRISPR/Cas9技术，将野生型KRAS替换为突变型使得杂合突变的HCT116细胞对药物治疗更为敏感[8]； 再如利用CRISPR/Cas9技术对HCT116细胞中的Tks4基因敲除，表现出显著的上皮间质转化，细胞运动增加，细胞间的粘附程度降低，发现Tks4基因在EMT调控和肿瘤发展中发挥重要作用[9]； 发现CTC1L1142H突变导致端粒酶维持受损，研究人员利用CRISPR/Cas9技术对HCT116细胞中的CTC1点突变，证实了CTC1:STN1相互作用为抑制端粒酶活性所必需[10]。

可以看出，研究人员对于CRISPR/Cas9技术的青睐是毋庸置疑的，源井生物提供的CRISPR/Cas9技术服务也为众多科研人员解决了实验难题，如细胞基因敲除不彻底、细胞基因敲入不稳定等等，让更多科研人员能顺利实现他们的科研目标。

1. 基因点突变[11]

Hiroyuki Kato等研究者利用CRISPR/Cas9技术在HCT116细胞中突变了UTX基因第137和138位氨基酸：G137V和 G137VΔ138，发现原本表达于细胞核的野生型UTX，在两种突变株的细胞核中表达量大大降低了，而在细胞质中的表达增加了，如图A-C所示：A,B为免疫荧光图片，C为Western Blot结果；免疫共沉淀的结果如图D所示，这是一种新的UTX调控机制，文章中还进一步揭示了UTX与MLL3/4复合物（ASH2L, PTIP and PA1是MLL3/4复合物的成分）相互作用在癌症形成中的重要性。

2. 基因敲除[12]

Sara Steinmann等人利用CRISPR/Cas9基因编辑技术获得了DAPK1缺失型的HCT116单克隆细胞系，最终揭示了DAPK1对结直肠癌侵袭性的影响。

经过Western Blot验证，Sara Steinmann等人得到了三种DAPK1基因敲除型单克隆细胞（如图A所示）。免疫荧光实验检测pERK1/2主要位于野生型HCT116细胞质，然而在三种基因敲除型细胞中，pERK1/2均在细胞核中显著表达。（如图B所示）

由于绒毛膜尿囊膜模型（CAM）实验是血管生成的经典体内模型，研究人员将DAPK1基因敲除型克隆和野生型HCT116细胞移植到鸡CAM上，并在蛋中培养5天，发现DAPK1的缺失导致CAM体内生长模式的改变和肿瘤出芽的增强(如图C所示)

此外，该研究团队利用大鼠脑3D体外模型发现肿瘤细胞在鸡胚胎器官中有更多的扩散，并且侵袭能力也增强了。DAPK缺失型HCT116细胞表现出更多的弥散性肿瘤细胞，并优先在鸡胚的肝、心、脑中积累（如图D所示）。最后，研究人员发现DAPK1-ERK1信号通路参与了CRC的转移过程(如图E所示)。

3. 基因敲入[13]

Bax是促凋亡Bcl-2基因家族成员之一，在线粒体依赖的凋亡起始中发挥重要作用，R Peng等研究人员在BAX-KO HCT116细胞中敲入了5种位于Bax基因上且与Bcl-2其它成员有相互作用的突变位点。

已有文献报道BAX-KO HCT116细胞在一种甾醇类药物 sulindac的刺激下并不会发生凋亡，而R Peng等研究人员发现在BAX-KO HCT116细胞中敲入WT BAX能恢复sulindac和TRAIL引起的HCT116细胞凋亡；敲入K21E和D33A突变，Bax介导的凋亡被完全恢； 敲入D68R和 S184V突变只恢复了一部分，而敲入L70A/D71A突变恢复药物引起的凋亡程度更低。

该研究是在目的基因敲除了的目的细胞的基础上，再进行含有突变位点的目的基因敲入以及WT目的基因敲入（作为对照），便可清晰地了解目的基因表达的蛋白和与之相互作用的其它蛋白间相互作用的特定位点关系，是一个验证通过生物信息学分析得到的预测位点是否在蛋白质相互作用中真实起作用的好方法。因此，源井生物也为科研人员提供了相应的服务便利，在享受细胞基因敲入服务的同时，还会得到我们赠送的基因敲除细胞，满足科研人员的各种研究需求。

参考文献:

[1] Bray, Freddie et al. “Global cancer statistics 2018: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries.”?CA: a cancer journal for cliniciansvol. 68,6 (2018): 394-424. doi:10.3322/caac.21492

[2] Khor CY, Khoo BY. PPARα plays an important role in the migration activity, and the expression of CYP2S1 and CYP1B1 in chrysin-treated HCT116 cells.?Biotechnol Lett. 2020;42(8):1581-1595. doi:10.1007/s10529-020-02904-

[3] Meng C, Teng Y, Jiang X. Raddeanin A Induces Apoptosis and Cycle Arrest in Human HCT116 Cells through PI3K/AKT Pathway Regulation In Vitro and In Vivo.?Evid Based Complement Alternat Med. 2019;2019:7457105. Published 2019 May 26. doi:10.1155/2019/7457105

[4] Naba NM, Tolay N, Erman B, Sayi Yazgan A. Doxorubicin inhibits miR-140 expression and upregulates PD-L1 expression in HCT116 cells, opposite to its effects on MDA-MB-231 cells.?Turk J Biol. 2020;44(1):15-23. Published 2020 Feb 17. doi:10.3906/biy-1909-12

[5] Kukcinaviciute, Egle et al. “Significance of Notch and Wnt signaling for chemoresistance of colorectal cancer cells HCT116.”?Journal of cellular biochemistry?vol. 119,7 (2018): 5913-5920. doi:10.1002/jcb.26783

[6] Bjeije, Hassan et al. “YWHAE long non-coding RNA competes with miR-323a-3p and miR-532-5p through activating K-Ras/Erk1/2 and PI3K/Akt signaling pathways in HCT116 cells.”?Human molecular genetics?vol. 28,19 (2019): 3219-3231. doi:10.1093/hmg/ddz146

[7] Kappel, Sven et al. “TRPM4 is highly expressed in human colorectal tumor buds and contributes to proliferation, cell cycle, and invasion of colorectal cancer cells.”?Molecular oncology?vol. 13,11 (2019): 2393-2405. doi:10.1002/1878-0261.12566

[8] Szeder, Bálint et al. “Absence of the Tks4 Scaffold Protein Induces Epithelial-Mesenchymal Transition-Like Changes in Human Colon Cancer Cells.”?Cells?vol. 8,11 1343. 29 Oct. 2019, doi:10.3390/cells8111343

[9] Burgess, Michael R et al. “KRAS Allelic Imbalance Enhances Fitness and Modulates MAP Kinase Dependence in Cancer.”?Cell?vol. 168,5 (2017): 817-829.e15. doi:10.1016/j.cell.2017.01.020

[10] Gu, Peili et al. “CTC1-STN1 coordinates G- and C-strand synthesis to regulate telomere length.”?Aging cell?vol. 17,4 (2018): e12783. doi:10.1111/acel.12783

[11] Kato, Hiroyuki et al. “Cancer-derived UTX TPR mutations G137V and D336G impair interaction with MLL3/4 complexes and affect UTX subcellular localization.”?Oncogene?vol. 39,16 (2020): 3322-3335. doi:10.1038/s41388-020-1218-3

[12] Steinmann, Sara et al. “DAPK1 loss triggers tumor invasion in colorectal tumor cells.”?Cell death & disease?vol. 10,12 895. 26 Nov. 2019, doi:10.1038/s41419-019-2122-z

[13] Peng, R et al. “Targeting Bax interaction sites reveals that only homo-oligomerization sites are essential for its activation.”?Cell death and differentiation?vol. 20,5 (2013): 744-54. doi:10.1038/cdd.2013.4

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